Informations

Quelle est la différence entre transformation et transfection ?

Quelle est la différence entre transformation et transfection ?



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Quelle est la différence entre transformation et transfection ? Comment fonctionnent ces deux méthodes ?


Si vous vous intéressez à l'histoire de la biologie moléculaire, c'est une question intéressante.

Fondamentalement, la transformation a été utilisée pour décrire des expériences dans lesquelles le phénotype d'un organisme a été modifié par l'absorption d'ADN, et en raison de la façon dont cela s'est développé dans les systèmes bactériens, cet ADN était généralement un plasmide. Ensuite, il est devenu possible d'utiliser de l'ADN de phage purifié pour infecter les cellules, après quoi les cellules «transformées» ont produit des particules de phage - pour des raisons évidentes, cela s'appelait la transfection.

Lorsque les efforts se sont tournés vers l'utilisation des mêmes techniques avec des cellules animales en culture, de nombreux vecteurs étaient basés sur des génomes viraux (par exemple, SV40) et ces travailleurs ont appelé cela la transfection. À ce stade, la distinction entre les deux termes n'a plus de sens et l'usage tend à être pour des raisons historiques. Fait intéressant dans les manipulations moléculaires de la levure, où il n'y a pas de virus, le mot transfection est rarement utilisé.


Pour autant que je sache (et je n'ai trouvé aucune preuve contre cela), il s'agit principalement d'une différence sémantique. Les deux processus décrivent l'ajout de matériel génétique dans des cellules à l'aide de diverses techniques.

La transformation est ici principalement utilisée pour le travail bactérien (transformation de plasmides par exemple), tandis que la transfection est presque exclusivement utilisée pour les cellules eucaryotes. La raison peut être que le terme transformation est également utilisé dans les cellules eucaryotes pour décrire la progression des cellules en cellules cancéreuses.

Les techniques ne sont pas très différentes et il y en a beaucoup. Les transfections utilisent souvent des agents de transfection, qui forment des pores dans la membrane cellulaire à travers lesquels l'ADN peut pénétrer dans la cellule. Cela peut également être fait en utilisant une impulsion électrique courte. De nombreuses transformations sont effectuées à l'aide de cellules "traitées chimiquement", où les cellules sont amenées dans un état dans lequel elles absorbent l'ADN qui adhère à leur extérieur.

Les articles de Wikipédia sur la transfection et la transformation vous donnent plus de détails sur les méthodes.


Que sont la transformation, la transfection et la transduction ?

L'un des piliers de la biologie moléculaire moderne utilise des techniques pour manipuler des séquences d'ADN (telles que des plasmides, des constructions de gènes knock-out, etc.) et les introduire dans une cellule hôte pour tester leurs effets. Cependant, l'introduction de l'ADN dans les cellules peut emprunter différentes voies. Ceux qui ne connaissent pas le domaine peuvent se demander « qu'est-ce que la transduction plasmidique ? Ou vous avez entendu les termes transformation, transfection et transduction, mais vous n'êtes pas sûr des différences et des similitudes entre ces techniques. Bien que ces termes se chevauchent quelque peu, leur utilisation est donc souvent déroutante ou incorrecte.

Qu'est-ce que la transformation plasmidique?

La transformation est, en termes simples, le processus de modification du code génétique d'une cellule par l'absorption d'ADN étranger de l'environnement. La transformation plasmidique est utilisée pour décrire le transfert horizontal (non viral) de gènes de plasmides entre bactéries. Bien que la transformation se produise probablement dans le monde naturel, les scientifiques ont exploité ce processus à leurs propres fins, permettant la réplication de plasmides manipulés en laboratoire et l'expression des séquences d'ADN recombinant souhaitées.

Le processus est relativement simple, les scientifiques rendent les membranes des cellules bactériennes perméables à l'ADN soit par des moyens chimiques, soit par stimulation électrique. Ces cellules, maintenant appelées « cellules compétentes », absorberont facilement l'ADN plasmidique de leur environnement. Une fois que la molécule d'ADN d'intérêt est introduite dans ces cellules compétentes, les bactéries ont maintenant été transformées en plasmides. Les cellules transformées peuvent ensuite être sélectionnées parmi les cellules non transformées par inclusion d'un antibiotique pour tuer les cellules non transformées. Typiquement, cela se produit car le plasmide exprimera un gène de résistance aux antibiotiques pour protéger les cellules transformées et assurer le maintien du plasmide au fil du temps et des divisions cellulaires. Au cours du processus, de nombreux réplicons du plasmide seront créés et transmis aux cellules filles.

Qu'est-ce que la transfection de plasmide?

La transfection est un type de transformation plasmidique, généralement celle de cellules animales, au lieu de bactéries. Ce processus est un peu plus compliqué que votre transformation ordinaire, car de nombreuses cellules eucaryotes cultivées en laboratoire n'absorbent pas et ne répliquent pas nativement l'ADN étranger. Pourtant, les scientifiques ont découvert de nombreuses façons dont les plasmides et autres ADN étranger peuvent être introduits dans les cellules.

Tout comme les méthodes pour les bactéries, il existe des méthodes chimiques et physiques de transfection qui produisent des trous transitoires dans la membrane cellulaire et captent l'ADN étranger. Ces méthodes fonctionnent de manière similaire à celles décrites pour la transformation bactérienne, car elles sont toutes conçues pour rendre la membrane cellulaire plus perméable. La méthode par laquelle ils le font est cependant différente de celle des bactéries, utilisant plutôt des lipides cationiques, des micelles, des lasers ou même des canons à particules. Ces méthodes ont leurs avantages et leurs inconvénients, mais dépendront en fin de compte des ressources disponibles et de la préférence du chercheur.

Qu'est-ce que la transduction ?

La dernière méthode importante, la transduction, est unique par rapport aux deux autres méthodes. La transduction est le processus d'utilisation d'un virus pour médier la délivrance de fragments d'ADN ou de plasmides dans une cellule, soit procaryote, soit eucaryote. Cette technique exploite la fonction naturelle des virus pour injecter de l'ADN dans l'hôte infecté, mais avec une torsion. Les scientifiques peuvent modifier les acides nucléiques viraux pour qu'ils contiennent des séquences d'ADN spécifiques d'intérêt. Il existe de nombreux types différents de virus qui peuvent être manipulés pour introduire des acides nucléiques recombinants dans les cellules hôtes. Par exemple, les bactériophages introduisent de l'ADN dans des bactéries et des lentivirus ou des adénovirus dans des cellules humaines. En utilisant ces virus modifiés, les chercheurs incorporent de l'ADN étranger dans le génome de l'hôte (comme en utilisant des lentivirus ou des bactériophages) ou expriment de manière transitoire les acides nucléiques recombinants souhaités (comme en utilisant des adénovirus).

Afin d'effectuer une transduction, vous avez besoin d'une lignée cellulaire d'intérêt et d'un virus qui infecte cette lignée cellulaire. Cette méthode peut être plus difficile que les autres méthodes discutées ici, car le virus doit être cultivé et maintenu en culture, doit parfois être modifié pour être non infectieux pour l'homme, et l'ADN d'intérêt doit être emballé dans la particule virale avant l'infection de nouvelles cellules hôtes peut se produire. Malgré les défis à surmonter, la transduction virale est un excellent moyen d'effectuer des transformations et des transfections stables et à long terme dans l'environnement de laboratoire.


Transfection transitoire

Dans la transfection transitoire, l'acide nucléique introduit n'existe dans la cellule que pendant une période de temps limitée et n'est pas intégré dans le génome. En tant que tel, le matériel génétique transfecté de manière transitoire n'est pas transmis de génération en génération pendant la division cellulaire, et il peut être perdu par des facteurs environnementaux ou dilué pendant la division cellulaire. Cependant, le nombre élevé de copies du matériel génétique transfecté conduit à des niveaux élevés de protéine exprimée pendant la période où elle existe dans la cellule.

Selon la construction utilisée, le transgène exprimé de manière transitoire peut généralement être détecté pendant 1 à 7 jours, mais les cellules transfectées de manière transitoire sont typiquement récoltées 24 à 96 heures après la transfection. L'analyse des produits géniques peut nécessiter l'isolement de l'ARN ou de la protéine pour des dosages d'activité enzymatique ou des dosages immunologiques. L'intervalle de temps optimal dépend du type de cellule, des objectifs de recherche et des caractéristiques d'expression spécifiques du gène introduit, ainsi que du temps nécessaire au rapporteur pour atteindre un état stable. Cependant, en quelques jours la plupart de l'ADN étranger est dégradé par les nucléases ou dilué par division cellulaire au bout d'une semaine, sa présence n'est plus détectée. La transfection transitoire est plus efficace lorsque l'ADN plasmidique superenroulé est utilisé, probablement en raison de son absorption plus efficace par la cellule. Les siARN, les miARN, les ARNm et même les protéines peuvent également être utilisés pour la transfection transitoire, mais comme pour l'ADN plasmidique, ces macromolécules doivent être de haute qualité et également relativement pures (voir Facteurs influençant l'efficacité de la transfection). Alors que l'ADN transfecté est transféré dans le noyau pour la transcription, l'ARN transfecté reste dans le cytosol, où il est exprimé quelques minutes après la transfection (ARNm) ou lié à l'ARNm pour faire taire l'expression d'un gène cible (ARNsi et miARN) (voir Directives pour transfection d'ARN).


Contrôles répétés : techniques et biologiques

Des résultats fiables sont reproductibles à partir d'expériences correctement contrôlées. Le phénotype observé associé à la variable indépendante doit être cohérent dans le temps et à partir de différentes préparations du plasmide de test purifié exprimant la variable indépendante. Il existe deux types de contrôles répétés : technique et biologique.

En général, les répétitions techniques peuvent être considérées comme des « contrôles de plaque ». Ils ne sont PAS indépendants et sont généralement dérivés d'une seule source. Inversement, les réplicats biologiques SONT indépendants et peuvent être considérés comme des "contrôles de reproductibilité". Les réplicats biologiques sont ce qui compose la taille de votre échantillon (c'est-à-dire votre m value)" et devraient provenir de plusieurs sources indépendantes. Nous les décrirons un peu plus ci-dessous, mais les articles cités dans la section de référence fournissent des informations plus détaillées.

Répliques techniques

Un exemple de contrôle technique est la transfection de plusieurs puits séparés (au sein de la même plaque) avec un plasmide purifié provenant de la même aliquote/préparation. Le contrôle répliqué ne mesure ni n'évalue la reproductibilité de l'effet de la variable indépendante car le plasmide purifié, les cellules et les milieux utilisés dans chacun des puits ne sont pas indépendants : ils proviennent de la même source et ont été incubés sur la même plaque à la fois. Bien que le contrôle répliqué soit important, il parle de la cohérence des réactifs et des mains effectuant l'expérience, et non de la reproductibilité ou de la cohérence du phénotype observé associé à la variable indépendante.

Réplicats biologiques

Dans un ensemble donné d'expériences, les contrôles biologiques prennent plus de temps et sont finalement plus importants. Idéalement, chaque réplicat biologique doit utiliser des milieux frais, tester des aliquotes indépendantes de cellules et de plasmides, être effectué à des jours différents, etc., mais des contraintes extérieures peuvent imposer certaines limitations et vous devez en tenir compte lors de l'interprétation de vos résultats. La clé des contrôles biologiques est l'indépendance : à tout le moins, vous devriez répéter toute votre expérience du début à la fin plusieurs fois et à des jours différents. En utilisant notre exemple ci-dessus, nous testerions différentes préparations de plasmide A dans différentes aliquotes de cellules sur plusieurs jours différents. Les répliques biologiques contrôlent la reproductibilité et la cohérence du phénotype observé associé à la variable indépendante et aident à garantir que le phénotype n'est pas singulier ou associé à une seule aliquote/préparation du plasmide test.

Reprenons maintenant notre expérience. Sur la figure 1, il semblait que le shRNA n'avait pas renversé l'expression du gène X mais, comme le montre la figure 2, cela était probablement dû aux conditions de transfection d'origine. Maintenant que nous avons transfecté avec succès nos cellules (Figure 3), nous pouvons continuer notre expérience, en incorporant des contrôles positifs et négatifs supplémentaires, en effectuant plusieurs répétitions et en obtenant finalement des résultats interprétables :

Figure 4 : Niveau d'expression du gène X

La conception et la sélection de contrôles expérimentaux appropriés ne sont pas une entreprise triviale, car les systèmes biologiques ont de nombreuses variables. Aussi intimidantes que puissent être la conception et l'exécution de ces étapes, des contrôles appropriés sont un principe de base d'une enquête et d'une enquête scientifiques responsables.

1. Le problème de la pseudoréplication dans les études neuroscientifiques : affecte-t-il votre analyse ? Lazic SE. BMC Neurosci. Janvier 1411:5. (2010) PubMed PMID : 20074371. PubMed Central PMCID : PMC2817684.

2. Répétitions et répétitions : quelle est la différence et est-elle significative ? Vaux DL, et al. Représentant EMBO. 13 avril(4) : 291-296. (2012). PubMed Central PMCID : PMC3321166.


La transfection et la transduction peuvent conduire à une expression transitoire ou stable de l'ADN dans les cellules, selon la méthode ou l'outil viral.

Si une expression stable est requise pour maintenir la séquence d'acide nucléique étrangère dans le génome des cellules et de ses cellules filles, alors il y a deux options :

  • Co-transfecter des cellules avec un gène marqueur, ce qui donne à la cellule un avantage sélectionnable, tel que la résistance ou le marquage
  • Utilisez un vecteur lentiviral pour transduire des cellules cibles qui intègrent naturellement son ADN dans le génome de la cellule hôte de manière aléatoire.

D'autre part, la transfection ou la transduction d'ARN est toujours transitoire.

La transfection est efficace sur les cellules immortalisées adhérentes mais les cellules primaires et souches nécessitent une transduction.

Une limitation de l'approche de transfection réside dans la toxicité de la transfection pour les cellules délicates, et son effet suspecté sur l'expression d'autres gènes ou protéines.

Pour plus d'informations sur la comparaison entre ces deux techniques et les bases nécessaires pour mieux connaître les vecteurs lentiviraux, vous pouvez visiter notre page L'essentiel des vecteurs lentiviraux.


L'édition de gènes en médecine régénérative

Modes de livraison

La microinjection, le canon à gènes, l'électroporation et l'administration hydrodynamique sont toutes des méthodes qui ont été utilisées pour introduire des outils d'édition du génome dans les cellules [35-38] . Ces méthodes ne sont pas largement utilisées car elles nécessitent soit un équipement spécialisé et des professionnels expérimentés (microinjection), soit elles sont associées à des dommages cellulaires ou tissulaires (canon à gènes, électroporation et administration hydrodynamique). Ces méthodes sont également limitées dans leur capacité à atteindre les tissus hôtes in vivo.

Les agents chimiques tels que les lipides cationiques, les polymères et les dendrimères ont été largement utilisés pour la délivrance de gènes, mais ils sont associés à des efficacités de délivrance de gènes qui sont généralement inférieures à celles des vecteurs viraux. Cependant, les méthodes d'administration chimique sont toujours préférées par rapport aux méthodes virales dans certains cas en raison de leur facilité de préparation, de leur immunogénicité plus faible et de leur moindre coût [39] .

Toutes les méthodes chimiques de délivrance de gènes peuvent être appliquées à l'édition du génome car il n'y a pas de différence chimique entre les plasmides codant pour des nucléases ciblables et les plasmides codant pour d'autres gènes. Cependant, différents mécanismes peuvent être impliqués pour la livraison de protéines. Des liposomes cationiques ont été utilisés à cette fin avec un succès relatif. La livraison de complexes Cas9-ARNg ou TALEN via des lipides cationiques est évidente par les multiples agents disponibles dans le commerce qui sont sur le marché [40,41] . Le polymère cationique poly(éthylèneimine) a été utilisé pour enrober des cages d'ADN auto-assemblées pour délivrer avec succès des complexes Cas9/gRNA dans des cellules de mammifères [42] . Des peptides à pénétration cellulaire ont été utilisés pour délivrer des protéines nucléases ciblables, notamment Cas9 et TALEN [43,44] . Fait intéressant, ZFN a des capacités inhérentes de pénétration cellulaire et peut passer dans les cellules sans support [45] .

Les virus ont été utilisés pour la livraison de gènes pendant des décennies [46] . Pour les applications d'édition de gènes, plusieurs virus ont été évalués, notamment le lentivirus [47] , l'adénovirus [48] et le virus adéno-associé (AAV) [49] . Il a été démontré que les vecteurs lentiviraux ont une efficacité de transduction élevée dans plusieurs types de cellules primaires et sont capables d'avoir des gènes intégrés dans le génome de l'hôte [39,50] . Comme mentionné, l'incorporation d'un gène codant pour une nucléase dans le génome peut conduire à une expression constitutive de l'enzyme, ce qui peut conduire à des événements hors cible. Pire encore, l'intégration lentivirale se produit de manière aléatoire, ce qui peut potentiellement induire diverses malignités [51,52] . Une solution à ces problèmes d'intégration consiste à éliminer le gène viral qui code pour l'intégrase, une technique qui a été utilisée pour transférer des gènes codant pour les ZFN, TALEN et Cas9 [20,53] . Une autre solution consiste à développer des particules dérivées de lentivirus pour transporter des protéines nucléases. Les protéines ZFN, TALEN et Cas9 ont été emballées avec succès dans de telles particules lentivirales [47,54] . Des modèles de donneurs ont été intégrés dans les particules pour obtenir une insertion d'ADN ciblée et une correction génétique [54] . Il a été rapporté que cette approche a une activité hors cible plus faible que les méthodes de livraison traditionnelles [47,54] .

Les vecteurs adénoviraux permettent l'expression transitoire du transgène dans les cellules en division et non en division. Ces vecteurs comportent un risque d'intégration génomique beaucoup plus faible que leurs homologues rétroviraux. Un ensemble de vecteurs adénoviraux de troisième génération nommés « vecteurs adénoviraux dépendants de l'aide » ont des tailles de cargaison accrues (36 kb, par opposition à ∼8 kbp) [55] , ce qui offre une plus grande polyvalence pour la livraison de modèles d'ADN de donneur pour l'insertion de gènes et correction. Cependant, l'immunogénicité reste une préoccupation, comme pour toutes les méthodes virales [56] , en particulier lorsque plusieurs événements de délivrance de gènes doivent être effectués.

Comme l'adénovirus, l'AAV peut produire une expression transgénique transitoire dans les cellules en division et non en division. Dans la délivrance de gènes, certains sérotypes d'AAV sont préférés car leurs gènes délivrés seront intégrés dans le génome de l'hôte de manière ciblée. En gardant à l'esprit la discussion précédente sur les problèmes avec les nucléases exprimées de manière constitutive, des AAV recombinants ont été produits qui n'ont pas le virus représentant gène pour abaisser ou éliminer la fréquence d'intégration génomique [57] . Certaines souches d'AAV présentent des problèmes d'immunogénicité inférieurs pour une seule administration, mais des administrations répétées nécessitent des sérotypes différents pour éviter une réponse immunitaire secondaire. Ces virus sont relativement petits et ont donc une capacité de chargement d'ADN limitée (∼5 kb) [58] . Les ZFN avec des monomères doubles [59] sont généralement compatibles avec cette limitation, mais il est difficile d'empaqueter des monomères TALEN doubles (∼3 kb chacun) ou SpCas9 (∼4,2 kb) et l'ARNg associé au sein d'un seul vecteur AAV [60] . Pour l'édition du génome in vitro, cette limitation peut être surmontée en empaquetant les unités fonctionnelles séparément et en cotransduisant les cellules. Les cellules modifiées peuvent ensuite être filtrées et sélectionnées. Cependant, cela n'est pas pratique pour l'édition in vivo car l'étape de sélection ne peut pas être effectuée et chaque cellule anormale doit être traitée. On pourrait réduire la taille du gène codant pour l'enzyme : un orthologue Cas9, nommé S. aureus Cas9 (SaCas9), qui est 1 kb plus petit que SpCas9, a été identifié [60] . Le plus petit gène a été co-emballé avec succès avec l'ARNg dans une seule construction d'AAV, l'édition précise du génome étant toujours possible.


Les avantages et les inconvénients de chacun

L'électroporation est moins lourde que la transformation chimique et donne généralement des efficacités de transformation plus élevées (mesurées en colonies formées par microgramme d'ADN). Cependant, il est plus cher. Il nécessite un appareil spécialisé pour délivrer la charge et des cuvettes pour transférer la charge à la suspension cellulaire. L'électroporation est sensible au sel - vous pouvez perdre de précieux échantillons si un excès de sel est entraîné dans la cuvette.

Personnellement, je préfère la transformation chimique. Bien que cela prenne environ une demi-heure de plus, je trouve que les résultats sont plus prévisibles et j'aime le fait qu'un plus grand volume d'ADN puisse être ajouté si la concentration est trop faible. Vous ne pouvez pas augmenter le volume d'ADN avec l'électroporation en raison du risque d'ajouter trop de sel à la solution. Bien que l'inconvénient couramment cité de la transformation chimique soit sa moindre efficacité, vous pouvez désormais acheter des cellules ultra-compétentes, telles que Stratagene® XL10-gold, ce n'est donc plus un problème.

Articles de cette série :

Publié à l'origine le 18 septembre 2007. Révisé et mis à jour le 11 juillet 2016.


Qu'est-ce que la transformation de l'ADN

La transformation plasmidique ou vectorielle est le processus par lequel l'ADN exogène est transféré dans la cellule hôte. La transformation implique généralement l'absorption d'ADN dans des cellules bactériennes, de levure ou végétales, tandis que la transfection est un terme généralement réservé aux cellules de mammifères. Typiquement, le procédé de transformation d'une construction d'ADN en une cellule hôte est la transformation chimique, l'électroporation ou le bombardement de particules. Dans la transformation chimique, les cellules sont rendues compétentes (capables d'absorber l'ADN exogène) par traitement avec des cations divalents tels que le chlorure de calcium, qui rendent la paroi cellulaire bactérienne plus perméable à l'ADN. Le choc thermique est utilisé pour former temporairement des pores dans la membrane cellulaire, permettant le transfert de l'ADN exogène dans la cellule. En électroporation, une courte impulsion électrique est utilisée pour rendre la cellule bactérienne temporairement perméable. Le bombardement de particules est généralement utilisé pour la transformation des cellules végétales. Des particules d'or ou de tungstène sont recouvertes de la construction d'ADN et physiquement forcées dans la cellule par un canon à gènes.


Quelle est la différence entre les cellules compétentes naturelles et artificielles ?

Les cellules compétentes peuvent se produire naturellement ou les cellules peuvent être artificiellement rendues compétentes.

Compétence cellulaire naturelle :

La compétence cellulaire naturelle est déterminée génétiquement, c'est-à-dire qu'une bactérie est génétiquement prédisposée à absorber du matériel génétique libre (génétiquement compétent) qui existe dans son environnement. La recherche a montré que les cellules bactériennes compétentes peuvent absorber l'ADN de diverses sources, cependant, certaines bactéries présentent une spécificité ou une préférence pour les fragments d'ADN qui sont surreprésentés dans leur génome.

L'ADN absorbé par une cellule naturellement compétente ne s'intègre pas toujours dans le génome de la cellule. Souvent, un fragment d'ADN sera utilisé à des fins nutritionnelles. Par exemple, l'ADN fournit à une cellule une source indispensable de désoxyribonucléotides pour la réplication. La détermination de la façon dont l'ADN est utilisé dans une cellule dépend généralement des besoins de la cellule. D'autres facteurs incluent les dommages existants à l'ADN dans la cellule et la capacité de recombinaison de l'ADN entrant.

Alors qu'une cellule peut être considérée comme naturellement compétente, l'état de compétence n'est pas nécessairement un état constant. En fait, la régulation naturelle de la compétence et de la transformation est importante pour protéger une cellule. La régulation se fait souvent par le biais de signaux environnementaux et biochimiques.

Par exemple, Streptococcus pneumoniae est une bactérie naturellement compétente, cependant, sa compétence est motivée par la détection du quorum, ou la détection et la réponse à la densité de population cellulaire par l'expression génique. Pour qu'une transformation naturelle se produise, il doit y avoir de l'ADN donneur présent dans l'environnement. Une étude a déterminé que lorsque les conditions étaient remplies, l'ADN du donneur provenait d'une « sous-fraction » de la S. pneumonie population, tandis que l'autre partie était compétente, reprenant l'ADN.

Compétence cellulaire artificielle (induite)

Que ce soit par électroporation ou par des méthodes chimiques telles que le chlorure de calcium, le processus de fabrication de cellules compétentes crée des pores temporaires dans la membrane d'une cellule afin que l'ADN puisse la traverser. Rappelons que la compétence est celle d'une cellule capacité de prélever l'ADN étranger de son environnement, tout en transformation est le processus réel d'absorption d'ADN. Par conséquent, pour qu'un scientifique puisse transformer une cellule, elle doit d'abord créer cette cellule compétent. Cela se fait en changeant la cellule de manière à permettre à l'ADN de traverser facilement la membrane cellulaire.

Qu'est-ce qui fait exactement une cellule compétent?

Étant donné que la compétence naturelle est déterminée génétiquement, ces cellules seront équipées d'une machinerie spéciale pour faciliter la transformation naturelle et auront souvent des signaux biochimiques et environnementaux pour réguler la compétence.

En laboratoire, généralement avec E. coli, la compétence des cellules artificielles est rendue possible par un processus chimique ou par électroporation. Ces deux méthodes modifient la membrane cellulaire, créant des pores temporaires qui permettent à l'ADN de pénétrer dans la cellule.


Injection

Une façon courante d'introduire de l'ADN étranger dans les plantes consiste à injecter physiquement l'ADN avec un pistolet à gènes. Le concept du canon à gènes consiste à enrober des particules microscopiques d'or ou de tungstène avec l'ADN étranger. Ces particules sont ensuite chargées dans le canon, qui contient de l'hélium gazeux sous pression. Une libération de gaz propulse les particules recouvertes d'ADN hors du pistolet comme des balles. Ces particules pénètrent dans les parois cellulaires des plantes et libèrent l'ADN étranger, qui fait désormais partie de la cellule végétale. Les canons à gènes peuvent être utilisés directement sur la feuille d'une plante ou sur des cellules végétales qui ont été isolées à partir de tissus végétaux broyés.